Técnicas de castigo para redução de organismos epibiontes (fouling) em cultivos de ostras

Por: Aline Horodesk

08 de agosto de 2016

O termo fouling é utilizado para caracterizar incrustações de origem biológica em uma superfície. Para a ostreicultura, entende-se por fouling toda forma de vida que vive associada às estruturas de cultivo (redes, cordas e flutuadores) (Fig 1 e 2) e também junto aos animais cultivados (Rocha 2005, Alves 2010). 

Fig.1: Epibiontes fixados nas estruturas de cultivo.

Arakawa (1990) considera os organismos do fouling como competidores, causando danos aos animais do cultivo por competir por alimento, espaço, e até mesmo podendo provocar doenças (Mohammad 1976, Taylor 1997, Guenther 2006). Além de causar o entupimento das malhas ou diminuição do fluxo de água dentro das lanternas de cultivo, fato que também interfere na disponibilidade de alimento (Alves 2010) (Fig 2).

Fig.2: Entupimento da malha da estrutura de cultivo com epibiontes.

Os epibiontes variam de acordo com as condições ambientais do local (temperatura, correntes marítimas, matéria orgânica, entre outros) e do tipo de cultivo utilizado (Southgate 1997).Essa comunidade que se forma associada ao cultivo, apresenta necessidades biológicas bastante similares aos próprios bivalves cultivados, pois na grande maioria são animais filtradores que se beneficiam das águas costeiras adequadas aos cultivos (Rocha 2005). Durante o processo de produção as ostras devem ser submetidas à limpeza periodicamente para que os organismos epibiontes sejam removidos. Tal procedimento pode potencializar o metabolismo das ostras, e consequentemente, o desenvolvimento das mesmas, fazendo com que a produtividade do cultivo seja economicamente viável, e que o produto apresente um bom aspecto no momento da sua comercialização (Pinto 2007). 

 A insuficiência de manejo em cultivos de bivalves pode ocasionar um efeito negativo significativo nas taxas de crescimento e elevar as taxas de mortalidade (Pauley 1988). Os tipos de epibiontes e sua abundância relativa variam conforme a estação do ano e o local em que os cultivos estão instalados (Gervis 1992). Entre os epibiontes mais comumente encontrados em moluscos bivalves e estruturas de cultivo, podem ser citados (Sabry 2005, Alvarenga 2006, Henriques 2006, Royer 2006, Cardoso 2007):

• Algas verdes;
• Algas vermelhas;
• Crustáceos;
• Esponjas;
• Ascídias;
• Briozoários (musgos marinhos);
• Moluscos (mariscos, caramujos, caracóis);
• Helmintos (poliquetas perfurantes, poliquetas errantes, poliquetas tubícolas);

Fig.3: Algas verdes presentes no cultivo de ostras.

Fig.4: Algas vermelhas fixadas na estrutura de cultivo.

Fig.5: Musgos marinhos fixados nas conchas de ostra.

Fig.6: Mexilhões fixados nas conchas de ostras.

Fig.7: Poliquetas perfurantes encontrados nas conchas de ostras.

No Brasil, as formas de controle físico mais utilizadas por ostreicultores são a retirada manual dos epibiontes, jateamento de água com máquinas de alta pressão e aplicação da técnica de castigo quinzenalmente, que consiste na exposição das estruturas de cultivo e dos animais à condições inóspitas, como por exemplo, água doce, água com salinidades altas, água com temperatura elevada, sol, ar e hipoclorito de sódio. Em alguns casos, podem ser usados processos mais técnicos como o uso de rolos mecânicos (Manzoni 2001). As técnicas de limpeza manual e hidrojateamento (Fig. 8) consistem na limpeza das estruturas e das ostras para remover o sedimento marinho, algas, incrustações, ostras mortas, assim como, parasitas. As ostras são limpas, e após todo processo, são novamente redistribuídas nas lanternas limpas para retornar a água (Petrielli 2008).

Dentre as técnicas de castigo, a exposição dos animais ao sol e ar é a mais utilizada pelos ostreicultores. Nesse método, as estruturas de cultivo são retiradas da água e as ostras são expostas ao sol/ar por um período que pode variar de 4 a 24 horas. Após esse tempo, os epibiontes são facilmente retirados e as ostras não são danificadas (Manzoni 2001, Santana 2005, Pereira 2006, Petrielli 2008, Miotto 2012). Esse castigo também é utilizado para facilitar a retirada de incrustações das lanternas já vazias, antes de serem novamente utilizadas para o cultivo. De acordo com (Santana 2005), embora eficaz, este método não é eficiente para cultivos de larga escala, devido ao elevado tempo total necessário para se manejar todas as lanternas. 

Fig.8: Técnica de exposição das ostras ao ar.

No método de exposição das ostras na água doce, hipersalina, e em água quente, a técnica consiste na imersão dos animais em tanques durante o período de 6 a 24 horas (Manzoni 2001, Pereira 2006, Petrielli 2008, Miotto 2012), tempo suficiente para matar os organismos epibiontes. Já, o castigo das ostras com hipoclorito de sódio é realizado com a imersão desses animais em tanques contendo uma proporção de 12,5 ml de hipoclorito para 100 L de água doce (Baltazar 1999).

Alguns cuidados devem ser tomados durante a aplicação do método de castigo, necessitando realizar um monitoramento da temperatura do ar ou da água, conforme cada caso. A partir desse monitoramento a qualidade e a sobrevivência das ostras não serão prejudicadas. Sendo também importante nesse processo assegurar que as ostras após o castigo voltem para água do cultivo e não diretamente comercializadas (Miotto 2012).

REFERÊNCIAS CONSULTADAS

Alvarenga, L. N., R. C. (2006). “Preliminary assessment of the potential for mangrove oyster cultivation in Piraquê-açu river estuary (Aracruz, ES).” Brazilian Archives Biology and Technology 49(1): 163-169. 

Alves, R. (2010). “Biologia de Pteria hirundo, ostra perlífera nativa do Brasil.” Tese de Doutorado. Universidade de Santa Catarina.

Arakawa, K. Y. (1990). “Competitors and fouling organisms in the hanging culture of the Pacific oyster, Crassostrea gigas (Thunberg).” Marine Behavior Physiology 17: 67-94.

Baltazar, P. B., P.; Rivera, W. (1999). “Cultivo de la ostra Crassostrea gigas (Thunberg, 1795) en un vivero artesanal, La Arena, Casma.” Revista Peruana de Biología 6(2).              

Cardoso, J. F. M. F. (2007). “Growth and reproduction in bivalves: an energy budget approach.” University Library Groningen: 207.               

Gervis, M. H. S., N. A. (1992). “The biology and culture of pearl oysters (Bivalvia: Pteriidae).” ICLARM Stud 21: 49.               

Guenther, J. S., P. C.; Nys, R. (2006). “The effect of age and shell size on accumulation of fouling organisms on the Akoya pearl oyster Pinctada fucata (Gould).” Aquaculture 252: 366-373.               

Henriques, M. B. M., H. L. A.; Pereira, O. M.; Lombardi, J. V. (2006). “Resistência do mexilhão Perna perna a baixas salinidades e sua relação com a contaminação bacteriológica.” Boletim do Instituto da Pesca 32(2): 107-114.               

Manzoni, G. (2001). “Ostras: aspectos bioecológicos e técnicas de cultivo.” CGMA, Itajaí: 30.               

Miotto, M. (2012). “Recomendações para um programa de boas práticas aquícolas em cultivos de ostras (Crassostrea gigas).” Dissertação de Mestrado. Universidade Federal de Santa Catarina.               

Mohammad, M. B. M. (1976). “Relationship between biofouling and growth of the pearl oyster Pinctada fucata (Gould) in Kuwait, Arabian Gulf.” Hydrobiologia 51(2): 129-138.               

Pauley, G. B. V. D. R., B.; Troutt, D. (1988). “Species profiles: life histories and environmental requirementsof costal fishes and invertebrates (Pacific Northwest) – Pacific Oyster.” Fish and Wildlife Service Biology: 28.               

Pereira, M. A. N., M.M.; Nuermberg, L.; Schulz, D.; Batista, C.R.V. (2006). “Microbiological quality of oysters (Crassostrea gigas) produced and commercialized in the coastal region of Florianopolis-Brazil.” Brazilian Journal of Microbiology 37(2): 159-163.      

Petrielli, F. A. S. (2008). “Viabilidade técnica e econômica da utilização comercial das conchas de ostras descartadas na localidade do Ribeirão da Ilha, Florianópolis, Santa Catarina.” Dissertação de Mestrado. Universidade Federal de Santa Catarina.               

Pinto, F. M. V. S. (2007). “Efeito de organismos incrustantes sobre o crescimento e a sobrevivência de ostras nativas do gênero Crassostrea em um cultivo suspenso na baía de Guaratuba (Paraná – Brasil).” Monografia. Universidade Federal do Paraná.               

Rocha, R. M. M., T. R.; Metri, R. (2005). “Ascídias (Tunicata, Ascideacea) da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo, Santa Catarina, Brasil.” Revista Brasileira de Zoologia 22(2): 461-476.               

Royer, J. R., M.; Mathieu, M.; Costil, K. (2006). “Presence of spionid worms and other epibionts in Pacific oysters (Crassostrea gigas) cultured in Normandy, France.” Aquaculture 253: 461-474.               

Sabry, R. C. M., A. R. M. (2005). “Parasitas em ostras de cultivo (Crassostrea rhizophorae e Crassostrea gigas) da Ponta do Sambaqui, Florianópolis, SC.” Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia 5(2): 194-203.               

Santana, F. E. (2005). “Desenvolvimento do protótipo de uma máquina para lavação de lanternas no cultivo de ostras.” Dissertação de Mestrado. Universidade Federal de Santa Catarina.               

Southgate, P. C. B., A. C. (1997). “Hatchery and early nursery culture of black lip pearl oyster (Pinctada margaritifera L.).” Journal of Shellfish Research 16(2): 561-567.               

Taylor, J. J. S., P. C.; Rose, R. A. (1997). “Fouling animals and their effect on the growth of silver-lip pearl oysters, Pinctada maxima (Jameson) in suspended culture.” Aquaculture 153: 31-40.