Publicado em 12 de abril de 2017
Por Aline Horodesky
A relação entre as funções vitais dos muluscos bivalves e o ambiente onde vivem faz desses animais excelentes bioindicadores da saúde ambientel [1].
Fig.1: Ostras cultivadas em ambientes estuarinos.
As ostras, além de habitarem naturalmente ambientes estuarinos, são amplamente cultivadas nestes locais, onde o alimento é abundante para o seu desenvolvimento [2]. Sua alimentação se dá através da filtração e captura de partículas em suspensão presentes na água. Ao passar pelas brânquias, ficam retidos organismos do fito e microzooplâncton, material orgânico e inorgânico dissolvido, além de micro-organismos, como as bactérias [3].
Tal mecanismo de alimentação faz com que toda a microbiota presente nas ostras esteja diretamente associada ao ambiente aquático que habitam, variando de acordo com os fatores ambientais, como a salinidade, a carga bacteriana na água, temperatura, alimentação, assim como, com as atividades antrópicas e o manejo durante a produção [4].
Fig.2: Ambiente estuarino utilizado para o cultivo de ostras.
As ostras abrigam naturalmente uma microbiota bacteriana diversificada, muitas vezes composta por bactérias patogênicas, principalmente pelas espécies pertencentes aos gêneros Vibrio, Pseudomonas, Alcaligenes, Aeromonas, Flavobacterium, Bacillus e Micrococcus [5]. Podem também incluir alguns patógenos que estão naturalmente presentes na água de cultivo, como o Vibrio parahemolyticus e V. vulnificus, enquanto outros são geralmente associados à presena de contaminação fecal nas águas, tais como V. cholerae, Salmonella sp., Escherichia coli, Shigella sp., Campylobacter jejum e Yersinia enterocolitica [6].
Essas bactérias podem representar risco à saúde pública quando as ostras são consumidas, além de proporcionar mortalidade aos animais cultivados, afetando drasticamente os empreendimentos em escala comercial [7].
Fig.3: Mortalidade de ostras contaminadas por bactérias.
As principais bactérias reconhecidas por causar mortalidade de ostras do gênero Crassostrea são: Vibrio [8], Nocardia [9], Mycoplasma [10], Rickettsia [11] e Chlamydia [12]. Um dos principais problemas para se identificar bactérias em ostras está relacionado à necessidade de multiplicação em laboratório. Estima-se que menos de 0,1% de todas as bactérias conhecidas sejam cultivadas por métodos tradicionais [13]. Neste contexto, métodos baseados no sequenciamento de genes bacterianos têm favorecido pesquisas de comunidades bacterianas em organismos e em ambientes marinhos, pois possibilita o completo mapeamento das bactérias presentes em uma determinada amostra a partir de uma análise direta [14], sem a necessidade de multiplicação das mesmas.
Um dos métodos analíticos mais avançados para este fim é o pirosequenciamento. Utilizado especialmente na caracterização mais aprofundada de comunidades bacterianas complexas, o método permite a identificação de bactérias em amostras obtidas diretamente do ambiente, eliminando-se assim a necessidade de isolamento e cultivo, com resultados rápidos, seletivos e de alta sensibilidade, por ser capaz de detectar fragmentos específicos de genes [15].
Referências
1. Kim, Y. and E.N. Powell, Relationships among parasites and pathologies in sentinel bivalves: Noaa status and trends “mussel watch” program. Bulletin of marine science, 2006. 79(1): p. 83-112.
2. Dame, R.F., Bivalve filter feeders: in estuarine and coastal ecosystem processes, ed. S. Publishing. Vol. 33. 2012, New York. 579.
3. Kach, D. and J.E. Ward, The role of marine aggregates in the ingestion of picoplankton size particles by suspension feeding molluscs. Marine Biology, 2008. 153: p. 797-805.
4. Prieur, D., et al., Interactions between bivalve molluscs and bacteria in the marine environment. Oceanography and Marine Biology, 1990. 28: p. 277-352.
5. Paillard, C., F. Le Roux, and J.J. Borrego, Bacterial disease in marine bivalves, a review of recent studies: Trends and evolution. Aquatic Living Resourses, 2004. 17: p. 477-498.
6. FDA, F.a.D.A., Fish and fishery products hazards and controls guidance. 2011.
7. Fernandez, N.T., et al., Changes in the composition and diversity of the bacterial microbiota associated with oysters (Crassostrea corteziensis, Crassostrea gigas and Crassostrea sikamea) during commercial production. FEMS Microbiology Ecology, 2014. 88: p. 69-83.
8. Le Roux, F., et al., Comparative analysis of Vibrio splendidus related strains isolated during Crassostrea gigas mortality events. Aquatic Living Resources, 2002. 15: p. 251-258.
9. Friedman, C.S., et al., Investigation of the relationship between the presence of a Gram positive bacterial infection and summer mortality of the Pacific oyster, Crassostrea gigas Thunberg. Aquaculture, 1991. 94: p. 1-15.
10. Azevedo, C., Occurrence of an unusual branchial mycoplasma-like infection in cockle Cerastoderma edule (Mollusca, Bivalvia). Diseases of Aquatic Organisms, 1993. 16: p. 55-59.
11. Azevedo, C. and A. Villalba, Extracellular giant rickettsiae associated with bacteria in the gill of Crassostrea gigas (Mollusca, Bivalvia). Journal of Invertebrate Pathology, 1991. 58: p. 75-81.
12. Renault, T. and N. Cochennec, Chlamydia-like organisms in ctenidia and mantle cells of the Japanese oyster Crassostrea gigas from the French Atlantic coast. Diseases of Aquatic Organisms, 1995. 23: p. 153-159.
13. Nocker, A., J.E. Lepo, and R.A. Snyder, Influence of an oyster reef on development of the microbial heterotrophic community of an estuarine biofilm. Applied and environmental microbiology, 2004. 70(11): p. 6834-6845.
14. Postollec, F., et al., Recent advances in quantitative PCR (qPCR) applications in food microbiology. Food Microbiology, 2011. 28: p. 848-861.
15. Petrosino, J.S., et al., Metagenomic pyrosequencing and microbial identification. Clinical Chemistry, 2009. 55: p. 5856-5866.
