{"id":1646,"date":"2017-04-12T14:20:53","date_gmt":"2017-04-12T17:20:53","guid":{"rendered":"https:\/\/gia.org.br\/portal\/metagenomica-de-ostras-cultivadas-em-ambientes-estuarinos\/"},"modified":"2021-04-20T12:24:07","modified_gmt":"2021-04-20T15:24:07","slug":"metagenomica-de-ostras-cultivadas-em-ambientes-estuarinos","status":"publish","type":"post","link":"https:\/\/gia.org.br\/portal\/metagenomica-de-ostras-cultivadas-em-ambientes-estuarinos\/","title":{"rendered":"Metagen\u00f4mica de ostras cultivadas em ambientes estuarinos"},"content":{"rendered":"

Publicado em 12 de abril de 2017<\/strong><\/p>\n

Por Aline Horodesky<\/strong><\/p>\n

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A rela\u00e7\u00e3o entre as fun\u00e7\u00f5es vitais dos muluscos bivalves e o ambiente onde vivem faz desses animais excelentes bioindicadores da sa\u00fade ambientel [1]. <\/p>\n

\"Figura<\/p>\n

Fig.1: Ostras cultivadas em ambientes estuarinos.<\/p>\n

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As ostras, al\u00e9m de habitarem naturalmente ambientes estuarinos, s\u00e3o amplamente cultivadas nestes locais, onde o alimento \u00e9 abundante para o seu desenvolvimento [2]. Sua alimenta\u00e7\u00e3o se d\u00e1 atrav\u00e9s da filtra\u00e7\u00e3o e captura de part\u00edculas em suspens\u00e3o presentes na \u00e1gua. Ao passar pelas br\u00e2nquias, ficam retidos organismos do fito e microzoopl\u00e2ncton, material org\u00e2nico e inorg\u00e2nico dissolvido, al\u00e9m de micro-organismos, como as bact\u00e9rias [3].<\/p>\n

Tal mecanismo de alimenta\u00e7\u00e3o faz com que toda a microbiota presente nas ostras esteja diretamente associada ao ambiente aqu\u00e1tico que habitam, variando de acordo com os fatores ambientais, como a salinidade, a carga bacteriana na \u00e1gua, temperatura, alimenta\u00e7\u00e3o, assim como, com as atividades antr\u00f3picas e o manejo durante a produ\u00e7\u00e3o [4].<\/p>\n

\"Figura<\/p>\n

Fig.2: Ambiente estuarino utilizado para o cultivo de ostras.<\/p>\n

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As ostras abrigam naturalmente uma microbiota bacteriana diversificada, muitas vezes composta por bact\u00e9rias patog\u00eanicas, principalmente pelas esp\u00e9cies pertencentes aos g\u00eaneros Vibrio, Pseudomonas, Alcaligenes, Aeromonas, Flavobacterium, Bacillus e Micrococcus<\/em> [5]. Podem tamb\u00e9m incluir alguns pat\u00f3genos que est\u00e3o naturalmente presentes na \u00e1gua de cultivo, como o Vibrio parahemolyticus<\/em> e V. vulnificus<\/em>, enquanto outros s\u00e3o geralmente associados \u00e0 presena de contamina\u00e7\u00e3o fecal nas \u00e1guas, tais como V. cholerae, Salmonella sp., Escherichia coli, Shigella sp., Campylobacter jejum <\/em>e Yersinia enterocolitica<\/em> [6].<\/p>\n

Essas bact\u00e9rias podem representar risco \u00e0 sa\u00fade p\u00fablica quando as ostras s\u00e3o consumidas, al\u00e9m de proporcionar mortalidade aos animais cultivados, afetando drasticamente os empreendimentos em escala comercial [7].<\/p>\n

\"Figura<\/p>\n

Fig.3: Mortalidade de ostras contaminadas por bact\u00e9rias.<\/p>\n

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As principais bact\u00e9rias reconhecidas por causar mortalidade de ostras do g\u00eanero Crassostrea s\u00e3o: Vibrio<\/em> [8], Nocardia<\/em> [9], Mycoplasma<\/em> [10], Rickettsia<\/em> [11] e Chlamydia<\/em> [12]. Um dos principais problemas para se identificar bact\u00e9rias em ostras est\u00e1 relacionado \u00e0 necessidade de multiplica\u00e7\u00e3o em laborat\u00f3rio. Estima-se que menos de 0,1% de todas as bact\u00e9rias conhecidas sejam cultivadas por m\u00e9todos tradicionais [13]. Neste contexto, m\u00e9todos baseados no sequenciamento de genes bacterianos t\u00eam favorecido pesquisas de comunidades bacterianas em organismos e em ambientes marinhos, pois possibilita o completo mapeamento das bact\u00e9rias presentes em uma determinada amostra a partir de uma an\u00e1lise direta [14], sem a necessidade de multiplica\u00e7\u00e3o das mesmas.<\/p>\n

Um dos m\u00e9todos anal\u00edticos mais avan\u00e7ados para este fim \u00e9 o pirosequenciamento. Utilizado especialmente na caracteriza\u00e7\u00e3o mais aprofundada de comunidades bacterianas complexas, o m\u00e9todo permite a identifica\u00e7\u00e3o de bact\u00e9rias em amostras obtidas diretamente do ambiente, eliminando-se assim a necessidade de isolamento e cultivo, com resultados r\u00e1pidos, seletivos e de alta sensibilidade, por ser capaz de detectar fragmentos espec\u00edficos de genes [15].<\/p>\n

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Refer\u00eancias<\/strong><\/p>\n

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1. Kim, Y. and E.N. Powell, Relationships among parasites and pathologies in sentinel bivalves: Noaa status and trends “mussel watch” program. Bulletin of marine science, 2006. 79(1): p. 83-112.<\/p>\n

2. Dame, R.F., Bivalve filter feeders: in estuarine and coastal ecosystem processes, ed. S. Publishing. Vol. 33. 2012, New York. 579.<\/p>\n

3. Kach, D. and J.E. Ward, The role of marine aggregates in the ingestion of picoplankton size particles by suspension feeding molluscs. Marine Biology, 2008. 153: p. 797-805.<\/p>\n

4. Prieur, D., et al., Interactions between bivalve molluscs and bacteria in the marine environment. Oceanography and Marine Biology, 1990. 28: p. 277-352. <\/p>\n

5. Paillard, C., F. Le Roux, and J.J. Borrego, Bacterial disease in marine bivalves, a review of recent studies: Trends and evolution. Aquatic Living Resourses, 2004. 17: p. 477-498.<\/p>\n

6. FDA, F.a.D.A., Fish and fishery products hazards and controls guidance. 2011.<\/p>\n

7. Fernandez, N.T., et al., Changes in the composition and diversity of the bacterial microbiota associated with oysters (Crassostrea corteziensis, Crassostrea gigas and Crassostrea sikamea) during commercial production. FEMS Microbiology Ecology, 2014. 88: p. 69-83.<\/p>\n

8. Le Roux, F., et al., Comparative analysis of Vibrio splendidus related strains isolated during Crassostrea gigas mortality events. Aquatic Living Resources, 2002. 15: p. 251-258.<\/p>\n

9. Friedman, C.S., et al., Investigation of the relationship between the presence of a Gram positive bacterial infection and summer mortality of the Pacific oyster, Crassostrea gigas Thunberg. Aquaculture, 1991. 94: p. 1-15.<\/p>\n

10. Azevedo, C., Occurrence of an unusual branchial mycoplasma-like infection in cockle Cerastoderma edule (Mollusca, Bivalvia). Diseases of Aquatic Organisms, 1993. 16: p. 55-59.<\/p>\n

11. Azevedo, C. and A. Villalba, Extracellular giant rickettsiae associated with bacteria in the gill of Crassostrea gigas (Mollusca, Bivalvia). Journal of Invertebrate Pathology, 1991. 58: p. 75-81.<\/p>\n

12. Renault, T. and N. Cochennec, Chlamydia-like organisms in ctenidia and mantle cells of the Japanese oyster Crassostrea gigas from the French Atlantic coast. Diseases of Aquatic Organisms, 1995. 23: p. 153-159.<\/p>\n

13. Nocker, A., J.E. Lepo, and R.A. Snyder, Influence of an oyster reef on development of the microbial heterotrophic community of an estuarine biofilm. Applied and environmental microbiology, 2004. 70(11): p. 6834-6845.<\/p>\n

14. Postollec, F., et al., Recent advances in quantitative PCR (qPCR) applications in food microbiology. Food Microbiology, 2011. 28: p. 848-861.<\/p>\n

15. Petrosino, J.S., et al., Metagenomic pyrosequencing and microbial identification. Clinical Chemistry, 2009. 55: p. 5856-5866.<\/p>\n

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