Notícias

Por Diego Junqueira Stevanato

Em 18 de abril de 2017

 

O lambari-do-rabo-amarelo Astyanax altiparanae é um peixe de água doce, presente em rios, lagos e represas e possui hábito alimentar amplo, comendo praticamente qualquer tipo de alimento que estiver pela frente. Sua principal característica é a coloração amarelada principalmente na nadadeira anal e caudal. 

DSC 1582.1

Figura 1. Exemplar de Astyanax altiparanae

 

Uma característica importante para sua criação comercial é seu rápido crescimento, podendo atingir a maturidade sexual em apenas quatro meses de cultivo. Além disso, essa espécie apresenta outra característica crucial e desejada dentro da piscicultura, a rusticidade. Esses animais toleram diversas faixas de temperaturas, resistem a diversos patógenos porem, caso o produtor se esqueça de alimentá-los, com certeza praticarão o canibalismo.

A temperatura de cultivo varia entre 24 e 28 graus. Em condições controladas (laboratório), a espécie pode ser reproduzida o ano inteiro, desde que, durante o período de manutenção desses animais (cultivo), mantenha os sob temperatura e fotoperíodo controlados. Apresenta dimorfismo sexual, sendo as fêmeas maiores que os machos, podendo essas a chegar a 60 g de peso final.

DSC 0044

Figura 2. Reprodução induzida de Astyanax altiparanae. Dimorfismo sexual: fêmea (esquerda) e macho (direita).

 

DSC 0154

Figura 3. Procedimento de sutura em fêmeas durante a reprodução induzida para maior controle na hora da desova.

O cultivo dessa espécie no Brasil é destinado principalmente para o comércio de iscas vivas. Hoje, mais de 50 milhões de indivíduos são comercializados por ano. 

 

DSC 8249

Figura 4. Alevinos do lambari Astyanax altiparanae em tamanho ideal de comércio.

 

Segundo alguns dados da Secretaria da Agricultura do Estado de São Paulo (maior estado produtor da espécie), a produção poderá aumentar para 600 milhões de unidades/ano. Esse é um mercado ainda muito promissor e em plena extensão no país, abrindo portas para o cultivo em sistemas menores, uma alternativa para pequenos e médios produtores. 

Publicado em 12 de abril de 2017

Por Aline Horodesky

 

A relação entre as funções vitais dos muluscos bivalves e o ambiente onde vivem faz desses animais excelentes bioindicadores da saúde ambientel [1]. 

Figura 1

Fig.1: Ostras cultivadas em ambientes estuarinos.

 

As ostras, além de habitarem naturalmente ambientes estuarinos, são amplamente cultivadas nestes locais, onde o alimento é abundante para o seu desenvolvimento [2]. Sua alimentação se dá através da filtração e captura de partículas em suspensão presentes na água. Ao passar pelas brânquias, ficam retidos organismos do fito e microzooplâncton, material orgânico e inorgânico dissolvido, além de micro-organismos, como as bactérias [3].

Tal mecanismo de alimentação faz com que toda a microbiota presente nas ostras esteja diretamente associada ao ambiente aquático que habitam, variando de acordo com os fatores ambientais, como a salinidade, a carga bacteriana na água, temperatura, alimentação, assim como, com as atividades antrópicas e o manejo durante a produção [4].

Figura 2

Fig.2: Ambiente estuarino utilizado para o cultivo de ostras.

 

As ostras abrigam naturalmente uma microbiota bacteriana diversificada, muitas vezes composta por bactérias patogênicas, principalmente pelas espécies pertencentes aos gêneros Vibrio, Pseudomonas, Alcaligenes, Aeromonas, Flavobacterium, Bacillus e Micrococcus [5]. Podem também incluir alguns patógenos que estão naturalmente presentes na água de cultivo, como o Vibrio parahemolyticus e V. vulnificus, enquanto outros são geralmente associados à presena de contaminação fecal nas águas, tais como V. cholerae, Salmonella sp., Escherichia coli, Shigella sp., Campylobacter jejum e Yersinia enterocolitica [6].

Essas bactérias podem representar risco à saúde pública quando as ostras são consumidas, além de proporcionar mortalidade aos animais cultivados, afetando drasticamente os empreendimentos em escala comercial [7].

Figura 3

Fig.3: Mortalidade de ostras contaminadas por bactérias.

 

As principais bactérias reconhecidas por causar mortalidade de ostras do gênero Crassostrea são: Vibrio [8], Nocardia [9], Mycoplasma [10], Rickettsia [11] e Chlamydia [12]. Um dos principais problemas para se identificar bactérias em ostras está relacionado à necessidade de multiplicação em laboratório. Estima-se que menos de 0,1% de todas as bactérias conhecidas sejam cultivadas por métodos tradicionais [13]. Neste contexto, métodos baseados no sequenciamento de genes bacterianos têm favorecido pesquisas de comunidades bacterianas em organismos e em ambientes marinhos, pois possibilita o completo mapeamento das bactérias presentes em uma determinada amostra a partir de uma análise direta [14], sem a necessidade de multiplicação das mesmas.

Um dos métodos analíticos mais avançados para este fim é o pirosequenciamento. Utilizado especialmente na caracterização mais aprofundada de comunidades bacterianas complexas, o método permite a identificação de bactérias em amostras obtidas diretamente do ambiente, eliminando-se assim a necessidade de isolamento e cultivo, com resultados rápidos, seletivos e de alta sensibilidade, por ser capaz de detectar fragmentos específicos de genes [15].

 

Referências

 

1. Kim, Y. and E.N. Powell, Relationships among parasites and pathologies in sentinel bivalves: Noaa status and trends "mussel watch" program. Bulletin of marine science, 2006. 79(1): p. 83-112.

2. Dame, R.F., Bivalve filter feeders: in estuarine and coastal ecosystem processes, ed. S. Publishing. Vol. 33. 2012, New York. 579.

3. Kach, D. and J.E. Ward, The role of marine aggregates in the ingestion of picoplankton size particles by suspension feeding molluscs. Marine Biology, 2008. 153: p. 797-805.

4. Prieur, D., et al., Interactions between bivalve molluscs and bacteria in the marine environment. Oceanography and Marine Biology, 1990. 28: p. 277-352. 

5. Paillard, C., F. Le Roux, and J.J. Borrego, Bacterial disease in marine bivalves, a review of recent studies: Trends and evolution. Aquatic Living Resourses, 2004. 17: p. 477-498.

6. FDA, F.a.D.A., Fish and fishery products hazards and controls guidance. 2011.

7. Fernandez, N.T., et al., Changes in the composition and diversity of the bacterial microbiota associated with oysters (Crassostrea corteziensis, Crassostrea gigas and Crassostrea sikamea) during commercial production. FEMS Microbiology Ecology, 2014. 88: p. 69-83.

8. Le Roux, F., et al., Comparative analysis of Vibrio splendidus related strains isolated during Crassostrea gigas mortality events. Aquatic Living Resources, 2002. 15: p. 251-258.

9. Friedman, C.S., et al., Investigation of the relationship between the presence of a Gram positive bacterial infection and summer mortality of the Pacific oyster, Crassostrea gigas Thunberg. Aquaculture, 1991. 94: p. 1-15.

10. Azevedo, C., Occurrence of an unusual branchial mycoplasma-like infection in cockle Cerastoderma edule (Mollusca, Bivalvia). Diseases of Aquatic Organisms, 1993. 16: p. 55-59.

11. Azevedo, C. and A. Villalba, Extracellular giant rickettsiae associated with bacteria in the gill of Crassostrea gigas (Mollusca, Bivalvia). Journal of Invertebrate Pathology, 1991. 58: p. 75-81.

12. Renault, T. and N. Cochennec, Chlamydia-like organisms in ctenidia and mantle cells of the Japanese oyster Crassostrea gigas from the French Atlantic coast. Diseases of Aquatic Organisms, 1995. 23: p. 153-159.

13. Nocker, A., J.E. Lepo, and R.A. Snyder, Influence of an oyster reef on development of the microbial heterotrophic community of an estuarine biofilm. Applied and environmental microbiology, 2004. 70(11): p. 6834-6845.

14. Postollec, F., et al., Recent advances in quantitative PCR (qPCR) applications in food microbiology. Food Microbiology, 2011. 28: p. 848-861.

15. Petrosino, J.S., et al., Metagenomic pyrosequencing and microbial identification. Clinical Chemistry, 2009. 55: p. 5856-5866.

 

 

 

 

Camila Prestes dos Santos Tavares

Publicado em 02 de março de 2017

 

Figura capa

Os siris passam periodicamente pelo processo de muda ou ecdise, em que seu exoesqueleto rígido antigo é descartado e substituído por um novo, momentaneamente mole. Neste momento, quando o siri emerge de seu exoesqueleto antigo, ele é conhecido como "siri-mole". Nos últimos anos, o siri-mole tem despertado o interesse econômico na proporção direta do aumento da demanda mundial por essa iguaria gastronômica.

Atualmente, a produção baseia-se na captura no ambiente dos animais que exibem sinais indicativos da proximidade do período de muda. Em seguida, os animais selecionados são transferidos para instalações de cultivo, onde são mantidos em condições ambientais controladas até que ocorra a ecdise.

Durante o período de manutenção do siri até a muda em cativeiro, o monitoramento dos principais parâmetros físico-químicos determinantes da qualidade da água nos sistemas produtivos (temperatura, salinidade, oxigênio dissolvido e amônia) deve ser constante, principalmente em sistema de produção do tipo fechado. Hochheimer (1988) e  Malone e Burden (1988) recomendam limites dos parâmetros de qualidade de água em cultivo de siri-mole em sistema de recirculação, como pode ser visto na Tabela 2.

Tabela

A manutenção de um alto nível de oxigênio na água do sistema de produção é muito importante para o sucesso do processo de muda. A deficiência de oxigênio é considerada como a maior causa de mortalidade de siris em cativeiro.  As concentrações de oxigênio dissolvido disponíveis na água do cultivo deve ser alta, níveis de oxigênio abaixo de 6,0 mg/L são críticos, porque o siri não é capaz de ajustar a sua respiração nesta faixa. Isto é porque durante a muda os órgãos respiratórios não são eficientes, devido à perda de estruturas que são eliminadas junto com o exoesqueleto durante a muda, e por estarem muito moles para cumprir o seu papel.

Não existe uma temperatura e uma salinidade ótima para produzir siri-mole, porém devem ser mantidas em níveis que não influenciem na disponibilidade de oxigênio dissolvido na água, pois a medida que temperatura e salinidade da água aumenta, o oxigênio disponível diminui. Temperaturas muito baixas ( < 22°C) também não são recomendadas, pois diminuem o metabolismo dos animais, e aumentam o intervalo entre uma muda e a seguinte.

Os produtos residuais, como a amônia, nitrito e nitrato, como para a maioria dos organismos aquáticos cultivados, são tóxicos, principalmente na sua forma não-ionizada (NH3), pois a exposição prolongada  pode ocasionar alta mortalidade.

O Ph, por sua vez, deve ser mantido entra a faixa neutra e básica, para manter a eficiência da conversão de amônia em nitrito e nitrato. Enquanto a manutenção da alcalinidade acima de 100 mg/L tem como objetivo principal evitar a variação do pH e aumentar a eficiência da nitrificação.

Segundo Hochheimer (1988), uma água de boa qualidade para a produção de siri-mole é constituída de três componentes: Físico – Ser Limpa e com temperatura suficiente para promover o processo de muda; Químico – Conter os elementos essenciais e adequados para garantir o bom pH e não conter nenhum produto químico tóxico; Biológico – Livre de bactérias patogênicas e algas não desejadas, e conter as bactérias necessárias para remover os resíduos nitrogenados.

De modo geral, a qualidade de água dentro dos níveis recomendados é a chave para o sucesso da produção de siri-mole, e o monitoramento regular determina o bom início e a estabilidade da produção.

 

 

Referências Consultadas  

HOCHHEIMER, J. Water Quality in Soft Crab Shedding. Crab Shedders Workbook Series, p. 6,  1988.   

MALONE, R. F.; BURDEN, D. G. Design of recirculating soft crawfish sheddind systems. Lousiana Sea Grant College Program, p. 80,  1988.   

VEGA-VILLASANTE, F.  et al. Manual técnico para la producción de jaiba suave en el pacífico mexicano.  México: Universidad de Guadalajara, 2006.  ISBN 9702709911 9789702709916.

Por: Felipe Kacham de Carvalho e Nathieli Cozer

03/04/2017

 

Os salmões são peixes migratórios que pertencem à família Salmonídea, bem como as trutas. São peixes bastante estudados, pois possuem uma grande relevância na aquicultura e na pesca comercial.

O ciclo de vida do salmão é um tema bastante curioso e está sintetizado na Figura 1.

figura 1

Figura 1. Ciclo de vida do salmão. Fonte: http://minadeciencia.blogspot.com

Encontrados naturalmente nos oceanos Atlântico (Figura 2) e Pacífico (Figura 3), retornam à água doce na época de desova. Embora os salmões do Atlântico possam se reproduzir mais de uma vez, o salmão do Pacífico morre após a reprodução.

Figura 2

Figura 2. Salmão do Atlântico. Fonte: http://espacepourlavie.ca/en/file/4256

 Figura 3

Figura 3. Salmão do Pacífico. Fonte: http://nomarprofundo.blogspot.com.br

Ainda hoje, não se sabe ao certo como esses salmonídeos conseguem encontrar o caminho de volta para mesmo rio onde nasceram. Uma teoria é que os salmões possam usar o campo magnético da terra como forma de navegação.

Outra possível explicação para tal fenômeno é que antes de sua migração para o mar, o salmão juvenil memoriza os odores químicos e físicos associados com seu local natal e mais tarde, como adultos, utilizam essas memórias de odor para o homing (retorno ao lar). 

Estudos recentes demonstraram que os salmões se movem dentro de certas microestruturas nas camadas da água, e são particularmente sensíveis à estímulos de baixa frequência na gama de 0,1 a 10Hz (ou seja, infra-sons). Este fato implica no fato do salmão poder detectar a aceleração linear à qual está exposto quando se desloca de uma camada para outra. Com base nesses conhecimentos, propõe-se o seguinte cenário para a orientação do homing: Em mar aberto, o salmão se move de uma camada, com um cheiro particular, para uma camada adjacente e assim, obtém informações sobre as diferenças químicas entre as camadas.

Assim, o salmão pode detectar as características (movimentos e odores) de uma camada particular e pode se orientar em uma direção em contracorrente dessa camada. Se esta camada contém odores característicos da corrente doméstica, tal comportamento conduzirá, eventualmente, os peixes às fontes dos sinais químicos atrativos. No entanto, nem todos os salmões apresentam esse comportamento como o caso do salmão anósmico (que teve perda total do olfato) que não demonstra este comportamento, nem em água doce, nem em água salgada.

Para avaliar a capacidade migratória por meio do olfato, salmões de prata foram capturados em armadilhas em Issaquah Creek e em East Fork, pequenos córregos dos Estados Unidos. Os poços olfatórios de metade dos peixes foram ocluídos antes que todos fossem deslocados para o Issaquah cerca de uma milha abaixo da junção dos dois córregos. Os salmões do grupo controle, ao contrário daqueles com poços olfatórios ocluídos, mostraram uma excelente capacidade de repetir sua escolha original na junção dos córregos. Isso é interpretado como significando que os peixes operados não foram capazes de diferenciar entre as duas correntes, mas estavam distribuindo-se de forma aleatória. Os resultados, portanto, estão de acordo com aqueles que seriam esperados se os peixes estivessem confiando em seu olfato ao fazer esta escolha.

Referências

Bentzen, P., J. B. Olsen, J. E. McLean, T. R. Seamons and T. P. Quinn (2001). "Kinship Analysis of Pacific Salmon: Insights Into Mating, Homing, and Timing of Reproduction." Journal of Heredity 92(2): 127-136.

Døving, K. B. and O. B. Stabell (2003). Trails in Open Waters: Sensory Cues in Salmon Migration. Sensory Processing in Aquatic Environments. S. P. Collin and N. J. Marshall. New York, NY, Springer New York: 39-52.

Quinn, T. P. (1980). "Evidence for celestial and magnetic compass orientation in lake migrating sockeye salmon fry." Journal of comparative physiology 137(3): 243-248.

Wisby, W. J. and A. D. Hasler (1954). "Effect of olfactory occlusion on migrating silver salmon (O. kisutch)." Journal of the Fisheries Board of Canada 11(4): 472-478.

Publicado por Diego Junqueira Stevanato

em 06 de fevereiro de 2017

 

Imagem6

 Figura 01. Incrustação de mexilhão dourado dentro de uma UHE. Estimativa de colonização por m²

 

O Grupo Integrado de Aquicultura e Estudos Ambientais (GIA) realiza o monitoramento ambiental do mexilhão dourado (Limnoperna fortunei) em diversos reservatórios pelo Brasil.  

Nas campanhas de campo, a equipe técnica realiza procedimentos amostrais padrões, via análise quantitativa por meio de filtragem de água (coleta de larvas de mexilhão dourado com auxílio de rede de plâncton), e alguns protocolos criados pelo próprio GIA, como é o caso do monitoramento qualitativo por análise molecular (genética).

Vale ressaltar que o mexilhão possui um agressivo poder de fixação e está se espalhando pelo território brasileiro. Isso gera custos econômicos às usinas hidrelétricas pois o mesmo se fixa nas tubulações internas e paredes da tomada d'água, acarretando também em mais dias de limpeza durante as paradas de máquina. É de extrema importância a limpeza pós-coleta dos equipamentos e vestimentas. A equipe de campo ainda realiza a conscientização ambiental junto a técnicos e pescadores nos locais por onde realizam suas campanhas.  

 

Imagem3

 Figura 02. Monitoramento do mexilhão na unidade de resfriamento de uma UHE.

 

d1ca190f 8304 4996 b318 62735122390a

Figura 03. Incrustação do mexilhão na tomada d´água.

 

Imagem10

Figura 04. Monitoramento do mexilhão dourado dentro do corpo d'água.

 

DSCN5404

Figura 05. Averiguação nos reservatórios das usinas hidrelétricas.

DSCN5490

Figura 06. Procedimentos de coleta e processamento de amostras dentro das UHE.

 

h7Mjh1y9 7V0h9TBfTGFt3wBIkNiI6eSu UzGNDrI I,eErtmX9AbVJmNkEvyNz5whG3Qde1ec1RYdjInOZYnI4,4yPSn f1n126zsUiUN8Kpu2rV 3YzGPj5uZEaUX Al4

Figura 07. Monitoramento ambiental dentro das estações de pisciculturas das UHE.

 

P1180682

Figura 08. Monitoramento dos parâmetros de qualidade da água dos reservatórios das UHE.

 

Rq2nLlW2D8yElH7xYOXGwiuHU 5bWP13pjne9FCmSMc,PtusRC1uVHNk2Sftszav9SUHFhUnOI ayxBL8iG kvA

Figura 09. Filtragem para coleta de larvas de mexilhão dourado.

 

 

  • O lambari: uma espécie promissora

  • Metagenômica de ostras cultivadas em ambientes estuarinos

  • Aspectos da vida do salmão

  • Produção de siri-mole: Cuidados com a qualidade da água

  • Mexilhão dourado - Parte 2

  • Segurança alimentar para consumidores de ostras

  • Partenogênese em peixes cartilaginosos

  • O uso de sulfitos na conservação de camarões

  • Efeitos dos hidrocarbonetos de petróleo sobre os mecanismos de metabolização e excreção da amônia em peixes dulcícolas

  • A aplicabilidade e os cuidados com o uso do do sal na piscicultura de água doce

Destaques

Publicações Científicas mais Recentes

Projetos em Andamento

A produção integrada na carcinicultura brasileira

A produção integrada na carcinicultura brasileira

Biologia e desenvolvimento de tecnologia para o cultivo de siris de interesse comercial no litoral paranaense

Biologia e desenvolvimento de tecnologia para o cultivo de siris...

A indústria como agente da conservação dos recursos hídricos na bacia do Alto Iguaçu e afluentes do Alto Ribeira

A indústria como agente da conservação dos recursos hídricos na...

Centro de Análise e Informação Estratégica da Aquicultura - INFOAQ

Centro de Análise e Informação Estratégica da Aquicultura - INFOAQ

Monitoramento de Limnoperna fortunei (mexilhão dourado) e do hidrozoário Cordylophora capia em reservatórios no estado do Paraná

Monitoramento de Limnoperna fortunei (mexilhão dourado) e do hidrozoário Cordylophora...

Boas práticas de produção, sanidade e rastreabilidade de ostras

Boas práticas de produção, sanidade e rastreabilidade de ostras

Monitoramento da qualidade de ostras no litoral paranaense.

Monitoramento da qualidade de ostras no litoral paranaense.

Marcadores Moleculares e Biológicos Aplicados a Incidentes em Ambientes Aquáticos Continentais

Marcadores Moleculares e Biológicos Aplicados a Incidentes em Ambientes Aquáticos...

Conheça...

Imagens de Projetos

Videos